关键词：胚外体腔穿刺 产前诊断
　　胚外体腔穿刺是于孕6～10周在B超引导下，用穿刺针刺入胚外体腔抽吸液体作产前诊断，并可注入异体移植物行宫内治疗或诱导免疫耐受的一种新技术。它起源于1991年，由Wathen等［1］首次描述并操作。1993年由Jurkovic等［2］首次应用于产前诊断，至今已有8年的历史，在国外已试探性地用于性别及部分遗传病的产前诊断。由于体腔液细胞数量少，培养困难且远期安全性未肯定等原因，国内尚未见报道。现将有关资料综述如下。

一、体腔穿刺的优越性
　　早期产前诊断目前多用的方法为绒毛抽吸术和早期羊膜腔穿刺术。孕10周前抽吸绒毛可引起流产和胎儿肢体发育不良等畸形［3］，且由于胎盘损伤，可引起孕妇及胎儿出血。早期羊膜腔穿刺会引起胎肺发育不良。在理论上，体腔穿刺是最安全的，(1)不穿破羊膜，较羊膜腔穿刺可减少对胎儿的直接损伤和羊水渗漏；(2)不穿过胎盘，减少胎盘血管损伤及继发的胎儿畸形，术中无孕妇与胎儿并发症；(3)不引起胎心改变，不会引起体腔内或妊娠囊内出血［2，4］，目前只发现有少数孕妇有轻度阴道穿刺点出血；(4)体腔细胞来自胚外中胚层，可较绒毛抽吸少遇假性嵌合体问题［2］；(5)诊断时间提早至孕6～10周，若确诊胎儿患遗传病可用药物或吸宫的方式尽早终止妊娠，以减少对孕妇的损伤；若确诊为正常胎儿，则可消除孕妇的思想顾虑，有利于胎儿的生长发育。

二、操作方法
　　以单胎妊娠为例。于孕6～10周，消毒外阴、阴道后，在阴道B超(探头5MHz)引导下辨清羊膜、卵黄囊、体腔后，用20号穿刺针经阴道刺入体腔并抽吸液体，注意避免损伤羊膜和卵黄囊［1，2］。为避免或减少孕妇血污染，应去掉第1滴液体［5］，一般可抽到0.5～10 ml液体，体腔液呈黄色，较羊水粘稠［5］。于孕6～10周行体腔穿刺的成功率较高(92％～100％)，孕10周后成功率降低［2］。术毕观察胎心及有无体腔内及阴道穿刺点的出血。

三、应用的现状
　　对抽到的体腔细胞可进行多种检查。1993年Jurkovic等［2］通过Y着丝粒引物聚合酶链反应(PCR)法及荧光原位杂交(FISH)法对性别做出准确的诊断。1995年，他们又报道用PCR法作廉形细胞性贫血的基因分析。1996年，Findlay等［6］报道用荧光PCR法对单基因病囊性纤维化和DNA指印作较可靠的诊断。同年Cruger等［7］报道，用此方法成功地进行细胞培养和核型分析，在塑料小瓶培养的成功率达90％，平均培养16天。1997年，他们又报道通过体腔细胞发现了Turner’s综合征［6］。同年，Markrydimas等［8］报道对β-地中海贫血做出了产前诊断。但体腔穿刺尚在临床试验阶段，有许多问题尚待深入研究，诊断技术有待进一步提高。(1)在继续妊娠的情况下进行穿刺，是否会引起流产，对胎儿、胎盘的安全性还应继续观察；(2)穿刺的最佳时期还未肯定，但孕7～9周时液体量相对较多，成功率最高，可能为最佳时期，容易抽出2～4 ml液体而不致抽空体腔［5］；(3)还未肯定抽出少量的体腔液是否会剥夺胚胎必需的营养，而且除直接损伤外是否会由于体腔液被抽出所致的压力改变而损伤卵黄囊［9］；(4)因为体腔细胞数目少，需用高敏的PCR方法检测，只要有少许污染，就会使基因诊断错误，因此要注意母体细胞等的污染［10］。现正在研究通过多重引物PCR的方法，以确定在体腔液中存在的少至单个的母亲或父亲的等位基因［10］；若同时用DNA指印亦可确定有无污染［11］。

四、体腔穿刺的展望
　　体腔穿刺开辟了孕10周前产前诊断的新天地。若证实体腔穿刺安全，随着细胞培养技术的发展及诊断技术的敏感性进一步提高，会使体腔穿刺代替绒毛抽吸术和羊膜腔穿刺术。在避免污染方面，可用套针法抽吸液体、在显微镜下辨清体腔细胞后再作诊断等方法。体腔穿刺为使胎儿对异体移植物产生免疫耐受并形成嵌合体提供了机会［9］。体腔与胎儿造血系统密切相关，注入足够数量的异体造血细胞可形成嵌合体［9］，为宫内移植开辟了一条新的途径，而且使宫内治疗提前至孕6～10周。根据越早期胎儿免疫耐受性越强，越易形成嵌合体［12，13］这一原理，体腔穿刺宫内移植，优于腹腔穿刺或脐带穿刺途径，加上移植后的早期监测，可在妊娠28周前对移植的效果作出正确的判断，尽量避免遗传病患儿出生，这将有利于更广泛地开展宫内移植。若单纯为诱导免疫耐受，也可注入外周血白细胞等，注入细胞后可于孕20周左右取脐血监测两者之间的耐受性。若证实已产生免疫耐受，则可为胎儿期及出生后异体甚至异种组织器官移植打下免疫学基础，达到无需人类白细胞抗原(HLA)配型而无移植排斥反应的目的。这样，又将使异体甚至异种组织器官移植得到迅速的发展，在提高人类健康水平方面作出不可估量的贡献。
　　


参考文献
　　1.Wathen NC, Cass PL, Kitau MJ, et al. Human chorionic gonadotrophin and alphafe- toprotein levels in matched samples of amniotic fluid, etraembryonic coelomic fluid, and maternal serum in the first trimester of pregnancy. Prenat Diagn, 1991, 11: 145-151.
2.Jurkovic D, Jauniaux E, Campbell S, et al. Coelocentesis: a new technique for early prenatal diagnosis. Lancet, 1993, 341: 1623-1624.
3.Firth HV, Boyd PA, Chamberlain P, et al. Analysis of limb reduction defects in babies exposed to chorionic villus sampling. Lancet, 1994, 343: 1069-1071.
4.Markrydimas G, Lolis D, Georgiou I, et al. Feto-maternal bleeding following coelocentesis. Hum Reprod, 1997, 12: 845-846.
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6　Findlay I, Atkinson G, Chambers M, et al. Rapid genetic diagnosis at 7～9 weeks gestation: diagnosis of sex, single gene decfects and DNA fingerprint from coelomic samples. Hum Reprod, 1996, 11: 2548-2553.
7Cruger DG, Bruun PG, Kolvraa S. Early prenatal diagnosis: standard cytogenetic analysis of coelomic cells obtained by coelocentesis. Prenat Diagn, 1996, 16: 945-948.
8　Markrydimas G, Georgiou I, Zikopoulos K, et al. Prenatal diagnosis of beta-thalassemia by coelocentesis. Mol Hum Reprod, 1997, 3: 729-731.
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10Jurkovic D, Jauniaux E, Campbell S, et al. Detection of sickle gene by coelocentesis in early pregnancy: a new approach to prenatal diagnosis of single gene disorders. Hum Reprod, 1995, 10: 1287-1289.
11Oldroyd NJ, Urquhart A, Kimpton CP, et al. A highly discriminating octoplex short tandem polymerase chain reaction system suitable for human individual identification. Electro- phoresis, 1995, 16: 334-337.
12　Touraine JL. In-utero transplantation of fetal liver stem cells into human fetuses. Hum Reprod, 1992, 7: 44-48.
13　Adzick NS, Harrison MR. Fetal surgical therapy. Lancet, 1994, 343: 897-902.