摘要

子宫内膜容受性是决定胚胎着床与否的关键因素，精准评估子宫内膜容受性是提高辅助生殖技术（ART）临床妊娠率的核心挑战。本文系统综述了子宫内膜容受性评估方法的最新进展，从传统的组织学与超声形态学评估，到新兴的分子生物学标志物检测及整合多组学数据的容受性窗口诊断技术，旨在为临床医生和研究者提供全面的参考，推动个体化胚胎移植策略的优化。


关键词

子宫内膜容受性；评估方法；分子标志物；辅助生殖技术


前言

子宫内膜容受性是指子宫内膜在特定时期（即“种植窗”或“窗口期”）允许胚胎黏附、侵入并成功着床的一种短暂且动态的接受状态[1]。胚胎植入失败的周期中，约三分之二的因素可归因于子宫内膜容受性欠佳和胚胎-子宫内膜对话的异常[1]。因此，准确评估子宫内膜容受性，对于提高胚胎移植成功率至关重要。


本文将围绕子宫内膜容受性评估方法这一核心主题，深入探讨其从传统到现代的技术演变、临床应用现状及未来整合诊断的发展趋势。


1. 传统子宫内膜容受性评估方法


1.1 组织学评估与Noyes标准

组织学评估，特别是基于Noyes标准的子宫内膜活检，是历史上最悠久且经典的子宫内膜容受性评估方法。该方法通过获取子宫内膜活检标本，在显微镜下观察腺体、间质和血管的形态学变化，并将其与月经周期日期相关联，从而判断内膜是否处于允许胚胎种植的“种植窗”[3]。Noyes标准的核心假设是所有女性的种植窗时间相对固定，然而，这一假设忽略了显著的个体间差异，研究表明种植窗的位移可达2-4天[10]。


该方法存在明显的局限性：首先，它是一种有创操作，可能对当周期的子宫内膜造成干扰，影响后续的胚胎移植[1]；其次，其诊断依赖于病理医师的主观观察，存在观察者间差异[3]。尽管随着无创技术的发展，其临床应用逐渐减少，但Noyes标准在基础研究和某些复杂病例（如需要鉴别诊断的反复种植失败）的病理生理机制探讨中，仍具有重要的参考价值[11]。它为我们理解子宫内膜在月经周期中的经典形态学变化提供了基础框架。


1.2 超声形态学与内膜血流评估

经阴道超声是目前临床应用最广泛的无创子宫内膜容受性评估工具。它主要通过观测一系列形态学和血流动力学指标来间接评估内膜状态。形态学指标主要包括子宫内膜厚度、内膜形态（如经典的A型“三线征”内膜）、子宫内膜蠕动波、内膜下血流[12]。


通常认为，子宫内膜厚度大于7毫米且呈A型形态是容受性良好的标志[13]。然而，这些形态学指标缺乏特异性，无法精准定位个体化的“种植窗”时机[1]。多普勒超声则用于评估子宫内膜及内膜下区域的血流灌注情况，常用指标包括搏动指数（PI）和阻力指数（RI）[14]。理论上，血流灌注不良（如PI、RI值升高）提示内膜容受性可能下降。然而，其预测价值在临床研究中存在争议，主要原因是血流信号的检测和解读标准化困难，且受多种因素影响，其作为独立预测指标的可靠性有限[1]。子宫内膜蠕动波是子宫肌层收缩性的体现，在种植窗期其频率和强度通常会降低。异常的蠕动（如频率过高）被认为可能不利于胚胎着床。研究证实，子宫内膜蠕动频率与妊娠结局相关，频率≥2次/分钟可能提示容受性下降[23]。


超声评估简便易行，但超声评估也存在局限性，如测量者间差异、对设备及操作者经验的依赖，且这些形态和血流参数与最终妊娠结局的因果关系尚不完全明确，不能作为独立的决定性指标。


2. 分子生物学标志物评估方法


2.1 基于特定分子标志物的检测

子宫内膜容受性的建立依赖于一系列关键分子的精确调控。白血病抑制因子（LIF）和同源框基因A10（HOXA10）是其中被广泛研究的标志物。研究表明，在反复种植失败（RIF）患者的种植窗期，子宫内膜中LIF和HOXA10的mRNA及蛋白表达水平均显著降低[15]。这种表达下调与子宫内膜胞饮突发育不良、形态异常及萎缩增加等超微结构缺陷密切相关，提示这些分子的异常表达是导致子宫内膜容受性受损和胚胎植入失败的重要分子基础[15]。此外，微小RNA（miRNA）作为关键的转录后调控因子，也深度参与了对LIF、HOXA10等容受性相关基因的调控网络[4]。例如，miR-30d-5p的表达下调会导致其靶基因SOCS1的表达上调，进而抑制LIF/STAT3信号通路，最终损害子宫内膜容受性[5]。另一项研究则发现，MEKK4介导的HOXA10第362位苏氨酸的磷酸化，对于增强HOXA10的转录活性、促进胚胎与子宫内膜上皮的粘附至关重要，该位点的磷酸化状态可能成为评估容受性的新指标[16]。


然而，尽管这些分子标志物从特定通路层面提供了重要见解，但子宫内膜容受性是一个涉及多基因、多通路协同作用的复杂过程。单一或少数几个标志物的检测往往难以全面、准确地反映内膜整体的容受状态，其作为独立预测指标的敏感性和特异性存在不足，这限制了其在临床中的广泛转化应用[1]。


2.2 子宫内膜容受性检测（ERT/ERA）

子宫内膜容受性检测（ERT）是目前将转录组学技术应用于临床评估子宫内膜容受性最为成熟的检测方法。该技术通过对子宫内膜活检样本进行高通量测序，分析一组与容受性密切相关的基因（最初为238个）的表达谱，并利用特定算法将子宫内膜状态分类为“容受前”、“容受期”和“容受后”[17]。其核心临床价值在于诊断个体化的种植窗（WOI）时间偏移，从而指导进行“个性化胚胎移植”（pET）。研究显示，在反复种植失败（RIF）患者中，约有25%~30%甚至更高比例（部分研究报道可达44.8%~73%）存在种植窗位移，即子宫内膜的容受状态与常规胚胎移植时机不同步[9][18][19]。通过ERT识别出这种偏移，并据此调整孕酮暴露时间后进行pET，部分研究报道能够显著提高临床妊娠率和活产率[9][20]。


然而，ERT也存在明显的局限性。首先，它需要进行有创的子宫内膜活检，且成本较高。更重要的是，其临床有效性在不同研究中结论不一，存在争议[8][21]。一项重新分析随机对照试验数据的研究指出，基于ERA的pET并未提高、甚至可能降低了活产率，提示ERA可能无法如其宣称的那样准确识别种植窗[8]。此外，检测结果可能受到活检样本处理、算法差异以及无法控制的胚胎质量等多重因素影响[1]。因此，尽管ERA/ERT为理解子宫内膜容受性提供了强大的分子工具，但其在普通不孕人群中的常规应用价值尚未得到一致证实，目前更倾向于在特定人群（如RIF）中探索性使用[22][23]。


3. 新兴技术与未来整合诊断趋势


3.1 多组学整合分析与人工智能应用

子宫内膜容受性的评估正从单一维度的分析迈向多组学整合的新时代。未来的方向是超越单一转录组，整合蛋白质组学、代谢组学和微生物组学数据，以构建更全面的容受性评估模型。例如，蛋白质组学可以鉴定容受期特异性的分泌蛋白，如白血病抑制因子（LIF）和血管内皮生长因子（VEGF），它们在胚胎粘附中起关键作用[24]。代谢组学则能分析子宫内膜液中的代谢物谱，反映内膜的微环境状态[2]。微生物组学的研究揭示了宫腔菌群，如密螺旋体和梭杆菌属的异常，可能通过过度激活二十碳五烯酸（EPA）生物合成，破坏子宫内膜免疫稳态，从而导致种植窗偏移和胚胎种植失败[7]。处理这些高通量、多维度的组学数据需要强大的计算工具。人工智能和机器学习算法能够识别传统方法无法发现的复杂模式，提高预测的准确性[17]。例如，结合超声影像特征与血清或宫腔液生物标志物，通过AI模型进行综合分析，是当前前沿研究方向[25]。这种整合分析有望揭示调控子宫内膜容受性的核心网络，为开发更可靠的诊断工具奠定基础。


3.2 无创或微创评估技术的发展

为了克服子宫内膜活检的有创性、患者不适及潜在的周期干扰，研究者正致力于开发完全无创或微创的评估手段。一个重要的方向是延伸“液体活检”概念至生殖领域，尝试通过分析月经血、阴道分泌物或外周血中的生物标志物来间接反映内膜状态。月经血中含有脱落的子宫内膜细胞，从中可以衍生出子宫内膜类器官和基质细胞，这些模型能再现子宫内膜的关键结构和功能特征，为研究容受性提供了非侵入性的宝贵资源[26]。此外，检测外周血中与内膜容受性相关的循环miRNA或DNA甲基化标志物也是一个活跃的研究领域。特定的miRNA，如miR-30d-5p、miR-124-3p和miR-449家族成员，已被证明在容受期子宫内膜中差异表达，并与胚胎种植结局相关[5][6][27]。这些循环核酸标志物有望成为无创评估的工具。在影像学方面，超声新技术的应用旨在实现内膜功能和分子事件的在体、实时可视化评估。例如，三维超声能更精确地评估内膜容积和形态，而超声弹性成像，如剪切波弹性成像（SWE），可以定量测量子宫内膜的硬度（弹性）。研究表明，不明原因不孕患者的子宫内膜表现出更高的硬度（弹性模量均值更高），且弹性参数是评估内膜容受性的有效指标[28]。未来，超声分子成像探针的开发可能实现对内膜特定生物标志物的靶向成像，从而将形态学与功能分子信息相结合，提供更深入的评估。


3.3 动态与功能学评估展望

未来的子宫内膜容受性评估将更注重“动态”过程而非单一的“静态”快照。这意味着需要在一个周期内多次监测内膜的基因表达、蛋白分泌或影像学特征的变化轨迹，以精确捕捉种植窗的开启与关闭[1]。例如，连续监测宫腔液中细胞因子或细胞外囊泡的动态变化，可能比单次检测更能反映内膜的接受状态。同时，发展功能学评估方法是另一个重要趋势。利用子宫内膜类器官或芯片器官模型，可以在体外高度模拟体内胚胎-内膜的相互作用，直接测试特定患者内膜样本的“接受能力”。研究人员已经成功建立了患者来源的血管化子宫内膜芯片（EoC），该系统整合了分子谱分析和血管生成定量，能够个性化评估子宫内膜健康状态和种植潜力，并用于监测富血小板血浆等治疗后的内膜微环境恢复情况[29]。这些体外功能模型为理解容受性机制和筛选治疗干预措施提供了强大平台。最终目标是建立一套分层、序贯的临床评估路径。结合成本效益分析，为不同情况的患者选择最适宜的评估策略。例如，对于首次进行胚胎移植的患者，可能优先采用无创的超声弹性成像或血清生物标志物筛查；而对于反复种植失败的患者，则可能需要进行更深入的转录组或微生物组分析，甚至使用子宫内膜芯片进行功能验证[30]。这种个性化的、动态的评估框架，有望显著提高辅助生殖技术的成功率，并为子宫内膜相关疾病的诊疗开辟新途径。


结论


子宫内膜容受性评估领域正经历一场深刻的范式转变。从依赖超声形态学指标的单一、静态评估，发展到整合转录组、蛋白质组等多维度分子信息的动态、功能化分析，这一进程标志着生殖医学向精准化迈出了关键一步。然而，当前领域远未达到理想状态。ERT等技术虽提供了深刻的生物学洞察，但其作为单一时间点活检的局限性——包括侵入性、成本以及对内膜动态变化和空间异质性捕捉的不足——不容忽视。传统超声评估因其无创、实时、可重复的优势，在基础筛查和周期监测中依然扮演着不可替代的角色。这种局面揭示了一个核心议题：不存在适用于所有场景的“金标准”。未来的突破点不在于寻求一种方法压倒另一种，而在于如何智慧地平衡与整合。我们需要辩证地看待不同研究提供的证据：分子分型揭示了潜在的病理生理机制，而形态学与临床结局数据提供了宏观的验证框架。关键在于依据不同的临床指征（如患者病史、治疗周期）、成本效益考量以及技术可及性，构建阶梯化、个体化的评估策略。


展望未来，发展的核心驱动力将源于“整合”与“无创”。整合多组学数据（转录组、蛋白质组、代谢组、微生物组）并结合人工智能算法进行综合分析，有望构建超越单一生物标志物的、更具鲁棒性的预测模型。同时，积极开发基于外周血、宫腔液或新型影像学的无创动态监测技术，是实现对内膜容受性“窗口期”进行实时、连续观测的必然方向。最终目标是从对形态的“描述”跃升至对功能的“预测”与“调控”，形成一个动态、精准、个体化的评估-干预闭环体系。这不仅是技术演进，更是诊疗理念的革新，是破解胚胎着床瓶颈、切实提升辅助生殖整体成功率不可或缺的基石。


科室介绍部分：


湘雅医院生殖医学中心1985年在国内率先开始辅助生育技术研究及其临床应用。


1988年6月，诞生了中国大陆第二例试管婴儿（1978年世界第一例试管婴儿在英国诞生，1988年3月中国大陆第一例试管婴儿在北京大学第三医院诞生）。

1999年底，湘雅医院与医学遗传学国家重点实验室合作重构湘雅医院生殖医学中心。

2006年通过了国家卫生部评审，获得开展人类辅助生育技术资质，成为湖南省综合医院中最早获得开展人类辅助生育技术资格的生殖中心。

2020年，湖南省人类辅助生殖技术质量控制中心挂牌成立并挂靠湘雅医院。

2026年，获批人类辅助生殖技术培训基地。


经过多年的发展，湘雅医院生殖中心目前已成为集临床、教学、科研为一体的全国知名中心，在辅助生殖技术、不孕症、多囊卵巢综合征、子宫内膜异位症、薄型子宫内膜、男性不育等方面处于国内领先水平。2017年更在国内首创研发子宫内膜容受性基因检测工具-ERT。


中心拥有一支技术精湛、医德高尚、治学严谨的医师队伍，其中教授3人，副教授5人，博士研究生导师3人，硕士研究生导师7人，博士18人，博士后7人，形成了以李艳萍教授、刘能辉教授为核心的辅助生殖技术专家团队。


中心辅助生殖技术的临床妊娠率不断提高，稳居国内先进水平，承担生殖医学博士、硕士研究生的培养任务，所培养毕业的生殖医学研究生现已成为全国多家生殖中心的核心工作人员。先后承担国家及省级科研项目共50余项。在本学科知名刊物发表论文200余篇，其中SCI论文100余篇。


中心年门诊量万余人次，年实施辅助生育技术六千余周期，圆了数以万计家庭的儿女梦。


医疗服务项目

1. 男、女不孕不育症诊疗

2. 夫精人工授精（AIH）

3. 体外授精-胚胎移植（IVF-ET）

4. 单精子卵泡浆内注射（ICSI）

5. 植入前胚胎遗传学诊断（PGD）

6. 胚胎辅助孵化技术

7. 胚胎冷冻保存及冻融胚胎移植（FET）

8. 生育力保存

9. 经皮附睾、睾丸穿刺取精术（PESA/TESA）

10. 生殖内分泌疾病诊治

11. 经阴道盆腔囊肿穿刺术

12. 多胎妊娠减胎术

13. 子宫输卵管三维超声造影


参考文献

[1] Sun B, Yeh J. Non-Invasive and Mechanism-Based Molecular Assessment of Endometrial Receptivity During the Window of Implantation: Current Concepts and Future Prospective Testing Directions. Front Reprod Health. 4:863173. Published 2022 None. doi:10.3389/frph.2022.863173 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36303672/

[2] Ye L, Dimitriadis E. Endometrial Receptivity-Lessons from “Omics”. Biomolecules. 2025;15(1). Published 2025 Jan 11. doi:10.3390/biom15010106 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/39858500/

[3] Baron C, Haouzi D, Gala A, et al. [Endometrial receptivity in assisted reproductive techniques: An aspect to investigate in embryo implantation failure]. Gynecol Obstet Fertil Senol. 2021;49(2):128-136. doi:10.1016/j.gofs.2020.07.003 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/32721539/

[4] Wang Y, Ji Z, Yao N, et al. The role of microRNAs in the regulation of critical genes and signalling pathways that determine endometrial receptivity. Zygote. 2024;32(4):261-270. doi:10.1017/S0967199424000297 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/39291681/

[5] Zhao Y, He D, Zeng H, et al. Expression and significance of miR-30d-5p and SOCS1 in patients with recurrent implantation failure during implantation window. Reprod Biol Endocrinol. 2021;19(1):138. Published 2021 Sep 8. doi:10.1186/s12958-021-00820-2 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/34496883/

[6] Zhou W, Van Sinderen M, Rainczuk K, et al. Dysregulated miR-124-3p in endometrial epithelial cells reduces endometrial receptivity by altering polarity and adhesion. Proc Natl Acad Sci U S A. 2024;121(41):e2401071121. doi:10.1073/pnas.2401071121 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/39365817/

[7] Chen P, Yang M, Chen R, et al. Endometrial microbial alterations disrupt endometrial immune homeostasis by overactivation of Eicosapentaenoic acid biosynthesis leading to altered endometrial receptivity. J Reprod Immunol. 155:103787. doi:10.1016/j.jri.2022.103787 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36603465/

[8] Richter KS, Richter ML. Personalized embryo transfer reduces success rates because endometrial receptivity analysis fails to accurately identify the window of implantation. Hum Reprod. 2023;38(7):1239-1244. doi:10.1093/humrep/dead083 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37119530/

[9] Zheng Y, Xu N, Chen B, et al. Novel endometrial receptivity test increases clinical pregnancy and live birth rates in patients with recurrent implantation failure: Secondary analysis of a prospective clinical trial. Int J Gynaecol Obstet. 2025;171(1):382-388. doi:10.1002/ijgo.70157 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/40221820/

[10] Haouzi D, Entezami F, Torre A, et al. Customized Frozen Embryo Transfer after Identification of the Receptivity Window with a Transcriptomic Approach Improves the Implantation and Live Birth Rates in Patients with Repeated Implantation Failure. Reprod Sci. 2021;28(1):69-78. doi:10.1007/s43032-020-00252-0 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/32725589/

[11] Hiraoka T, Osuga Y, Hirota Y. Current perspectives on endometrial receptivity: A comprehensive overview of etiology and treatment. J Obstet Gynaecol Res. 2023;49(10):2397-2409. doi:10.1111/jog.15759 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37527810/

[12] Haas J, Casper RF. Observations on clinical assessment of endometrial receptivity. Fertil Steril. 2022;118(5):828-831. doi:10.1016/j.fertnstert.2022.09.014 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36198510/

[13] Lensen S, Lantsberg D, Gardner DK, Sophian AD, Wandafiana N, Kamath MS. The role of timing in frozen embryo transfer. Fertil Steril. 2022;118(5):832-838. doi:10.1016/j.fertnstert.2022.08.009 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36150920/

[14] Xia Q, Gao S, Song J, et al. Effectiveness of herb-partitioned moxibustion on the navel for pregnancy outcomes in patients with recurrent implantation failure undergoing in vitro fertilization and embryo transfer: a study protocol for a randomized controlled trial. Trials. 2022;23(1):217. Published 2022 Mar 15. doi:10.1186/s13063-022-06156-5 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/35292074/

[15] Tan X, Ding J, Pu D, Wu J. Anti-phospholipid antibody may reduce endometrial receptivity during the window of embryo implantation. J Gynecol Obstet Hum Reprod. 2021;50(6):101912. doi:10.1016/j.jogoh.2020.101912 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/32950746/

[16] Zhang M, Zhang Q, Cao Z, et al. MEKK4-mediated Phosphorylation of HOXA10 at Threonine 362 facilitates embryo adhesion to the endometrial epithelium. Cell Death Discov. 2022;8(1):415. Published 2022 Oct 10. doi:10.1038/s41420-022-01203-1 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36216824/

[17] Dahiphale SM, Dewani D, Dahiphale JM, et al. A Comprehensive Review of the Endometrial Receptivity Array in Embryo Transfer: Advancements, Applications, and Clinical Outcomes. Cureus. 2024;16(8):e67866. Published 2024 Aug. doi:10.7759/cureus.67866 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/39328623/

[18] Shu M, Yao S, Zhong W, Song C, Chen F, Shang W. Personalized embryo transfer based on RNA sequencing endometrial receptivity test in repeated implantation failure patients: artificial cycle versus natural cycle. Gynecol Endocrinol. 2023;39(1):2181639. doi:10.1080/09513590.2023.2181639 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36822227/

[19] Edimiris P, Doehmen C, Baston-Buest DM, Kruessel JS, Bielfeld AP. One center experience with a personalized frozen-thawed embryo transfer in patients with recurrent implantation failure. J Assist Reprod Genet. 2023;40(7):1639-1647. doi:10.1007/s10815-023-02835-7 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37261585/

[20] Amin J Sr, Patel R, JayeshAmin G, Gomedhikam J, Surakala S, Kota M. Personalized Embryo Transfer Outcomes in Recurrent Implantation Failure Patients Following Endometrial Receptivity Array With Pre-Implantation Genetic Testing. Cureus. 2022;14(6):e26248. Published 2022 Jun. doi:10.7759/cureus.26248 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/35911354/

[21] Yu S, Zhang Y, Li N, et al. The use of propensity score matching to assess the effectiveness of the endometrial receptivity analysis in patients with recurrent implantation failure. Front Endocrinol (Lausanne). 15:1402575. Published 2024 None. doi:10.3389/fendo.2024.1402575 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/39872313/

[22] Riestenberg C, Kroener L, Quinn M, Ching K, Ambartsumyan G. Routine endometrial receptivity array in first embryo transfer cycles does not improve live birth rate. Fertil Steril. 2021;115(4):1001-1006. doi:10.1016/j.fertnstert.2020.09.140 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/33461752/

[23] Garcia-Velasco JA, Llácer J, Requena A, et al. Endometrial receptivity tests in reproduction: a SWOT analysis. AJOG Glob Rep. 2023;3(3):100260. Published 2023 Aug. doi:10.1016/j.xagr.2023.100260 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37663309/

[24] Alves AR, Dias MF, Silvestre M. Endometrial fluid biomarkers and their potential as predictors of successful embryo implantation. Biomedicine (Taipei). 2023;13(3):1-8. Published 2023 None. doi:10.37796/2211-8039.1413 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37937060/

[25] Chen Z, Wang Z, Du M, Liu Z. Artificial Intelligence in the Assessment of Female Reproductive Function Using Ultrasound: A Review. J Ultrasound Med. 2022;41(6):1343-1353. doi:10.1002/jum.15827 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/34524706/

[26] Luongo FP, Ortega Baño I, Belmonte G, et al. Modeling the window of implantation: insights from endometrial biopsy and menstrual blood-derived organoids and endometrial stromal cells. Hum Reprod Open. 2025;2025(4):hoaf063. Published 2025 None. doi:10.1093/hropen/hoaf063 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/41216333/

[27] Naydenov M, Nikolova M, Apostolov A, et al. The Dynamics of miR-449a/c Expression during Uterine Cycles Are Associated with Endometrial Development. Biology (Basel). 2022;12(1). Published 2022 Dec 29. doi:10.3390/biology12010055 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36671747/

[28] Li ZY, Cai L, Zhang ZJ, et al. Evaluation of endometrial receptivity in women with unexplained infertility by shear wave elastography. Insights Imaging. 2024;15(1):85. Published 2024 Mar 22. doi:10.1186/s13244-024-01646-3 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38517577/

[29] Lee G, Lee YG, Koo HS, et al. Microengineered patient-derived endometrium-on-a-chip for the evaluation of endometrial receptivity and personalised translational medicine. Nat Commun. 2025;16(1):10439. Published 2025 Nov 25. doi:10.1038/s41467-025-65406-7 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/41290570/

[30] Urban A, Warzecha D, Laudanski P, Pietrzak B, Wielgos M. Personalized embryo transfer (pET) guided by endometrial receptivity (ER) assessment - a possibility to increase effectiveness of IVF procedures. Review of available methods. Ginekol Pol. 2023;94(12):1004-1010. doi:10.5603/GP.a2023.0041 https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37162136/